Práctica 14: Determinación de la vitamina C.

Las vitaminas hidrosolubles son solubles en agua, por lo que de difuenden bien por la sangre y se eliminan por la orina. Suelen ser cofactores enzimáticos o bien precursores.

La Vitamina C o enantiómero L del ácido ascórbico, es un nutriente esencial para los mamíferos. La presencia de esta vitamina es requerida para un cierto número de reacciones metabólicas en todos los animales y plantas y es creada internamente por casi todos los organismos, siendo los humanos una notable excepción. En organismos vivos, la vitamina C es un antioxidante, pues protege el cuerpo contra la oxidación, y es un cofactor en varias reacciones enzimáticas vitales.

Aunque existen otros alimentos más ricos en ácido ascórbico, popularmente se considera que los cítricos son una fuente natural de vitamina C.


Objetivo:

El objetivo de está practica ha sido determinar la cantidad de vitamica C presente en diferentes disoluciones (zumo de naranja, de mandaria y de limón, zumos industriales...).

Material:

- Naranja
- Mandarina
- Limón
- Mirinda
- Minute Maid Duofrutas
- Complejo vitamínico (redoxón)
- Lugol (solución yodurada)
- Almidón de patata (indicacor)
- Tubos de ensayo
- Gradillas
- Embudo
- Pipeta
- Agua destilada
- Vaso de precipitado

Fundamento teórico:

En presencia de Lugol, el almidón cambia su color blanquecino a violeta. Por lo tanto, utilizaremos la disolución de almidón en agua destilada como solución control, en otras palabras, como indicador. Así, colocaremos dicha solución control en un tubo de ensayo y, en el resto de los tubos, una misma cantidad del líquido a estudiar y la misma cantidad de disolución de almidón.

Al igual que ocurre si la vitamina C se mantiene al aire libre, el iodo del Lugol reacciona con la vitamina C y la oxida. Después, pasa a combinarse con el almidón (dado que se trata de una macromolécula forma un coloide) y no se diluye por completo. Por lo tanto, si tenemos una muestra del líquido a estudiar con el almidón y se añade Lugol, éste reaccionara primero con la Vitamina C, oxidándola, y después, cuando se haya oxidado toda la vitamina C, pasará a combinarse con el almidón. De tal modo que, cuanto más tarde en tornarse la disolucón violeta, más vitamina C tendrá, puesto que el iodo de Lugol esta oxidándola.

Procedimiento:

En primer lugar, debemos fabricar la solución control (disolución de almidón en agua destilada). Para ello, tomamos 100ml de agua destilada y añadimos almidón hasta saturar, más o menos. A continuación, añadimos 150ml más a la disolución.

Tras esto, comprobamos como reacciona la disolución al añadirle unas gotas de Lugol. Podemos obervar rápidamente, como la disolución cambia su color blanquecino original por un color violeta.

El segundo paso, es obtener 2ml de cada líquido a estudiar (zumo de naranja, de mandarina, de limón, ect.) y colocarlos en los distintos tubos de ensayo. A continuación, añadimos 2ml de la solución control a cada tubo de ensayo.

Para comprobar la presencia de vitamina C, añadimos gotas de Lugol a cada tubo de ensayo, las necesarias para que la disolución se torne violeta. Cuando esto suceda, toda la vitamina C se habrá oxidado en presencia del iodo del Lugol y, éste pasará a combinarse con al almidón.

Conclusión:

· Mirinda (reaccionó con 1 gota de Lugol)
· Minute Maid Duofrutas (reaccionó con 1 gota de Lugol)
· Naranja (reaccionó con 1 gota de Lugol)
· Limón (reaccionó con 2 gotas de Lugol)
· Mandarina (reaccionó con 1 gota de Lugol)
· Complejo vitamínico (Redoxón) (reaccionó con 23 gotas de Lugol)

Como se observa en los resultados, el complejo vitamínico (redoxón) fue la muestra que más vitamina C contenía, debido a que tras verter 23 gotas de Lugol en la muestra, fue cuando se tornó violeta.

Teniendo en cuenta que, popularmente se considera que los cítricos son una fuente natural de vitamina, resulta algo extraño que en la disolución de zumo de naranja, el almidón haya reaccionado con tal sólo una gota de Lugol. La única respuesta lógica es que la naranja que utilizamos para obtener el zumo estuviese oxidada, y por tanto, hubiese perdido vitamina C.

Práctica 13: Determinación del grupo sanguíneo y estudio de un frotis de sangre.

Objetivo:

El objetivo de esta práctica ha sido conocer de una forma muy sencilla nuestro grupo sanguíneo y observar, tras realizar un frotis de sangre, las células presentes en la sangre.

Material:

- Microscopio
- Portaobjetos
- Lancetas estériles
- Sueros sanguíneos anti A, anti B y anti RH
- Palillos
- Algodón
- Alcohol
- Solución de Giemsa
- Agua destilada

Fundamento teórico:

Los glóbulos rojos contienen dos tipos diferentes de antígenos capaces de ser aglutinados por sus correspondientes aglutininas. Tales antígenos se han denominado, por esta razón, aglutinógeno A y aglutinógenos B. Según la persona, sus glóbulos rojos pueden contener uno solo de dichos aglutinógenos, los dos reunidos o ninguno.

En el suero sanguíneo existen también dos anticuerpos aglutinantes llamados aglutinina α y aglutinina β. Del mismo modo, se pueden poseer una de las dos, las dos juntas o ninguna.

La aglutinina α produce de la aglutinación de los hematíes con aglutinógeno A (fenómeno observable por la aparición de grumos oscuros en la sangre), mientras que la β produce la aglutinación de los hematíes que poseen el aglutinógeno B. Fácilmente se comprende que en una misma persona no puedan coexistir a la vez los glóbulos rojos con aglutinógeno A y suero con aglutinina α, como tampoco B y β, pues de lo contrario se aglutinarían los glóbulos rojos.

Procedimiento:

1. En primer lugar, para obtener una muestra de sangre hacemos una punción en la yema de un dedo con la lanceta estéril de un solo uso. Apretamos la yema del dedo para que gotee la sangre y colocamos tres gotas bien separadas en un portaobjetos limpio.

2. En segundo lugar, colocamos sobre la gota de la izquierda una gota de suero anti A, en la del centro una gota de suero anti B y en la de la derecha una gota de suero anti RH.

3. Por último, mezclamos bien con distintos palillos la gota de sangre con la de su suero. Según se produzca aglutinación en una gota u otra, tendremos sangre de tipo A, B, AB, O, RH⁺ O RH^-.

Conclusión:

En la siguiente imagen podemos observar diferentes muestras de sangre de diferentes alumnos de clase.


En el ejemplo señalado, podemos observar como el sujeto es del grupo O⁺, debido a que la aglutinación solo se produjo en la gota de sangre con suero anti RH. No se provoco la creación de grumos oscuros ni en la gota de sangre con suero anti A, ni en la gota de sangre con suero anti B.

Estudio de un frotis de sangre:

Un frotis de sangre consiste en realizar una extensión de sangre sobre un portaobjetos, colorearla y examinarla al microscopio.

En la preparación que observamos identificamos los distintos glóbulos sanguíneos. Para ello realizamos una observación utilizando los distintos objetivos (de mayor a menor aumento).

Procedimiento:

A la vez que colocamos tres gotas de sangre en un portaobjetos para la observación del grupo sanguíneo del sujeto, colocamos una gota de sangre más en el extremo de otro portaobjetos para realizar el frotis y así poder observar las células existentes.


Para éste, apoyamos el extremo de otro portaobjetos sobre la gota hasta que esta se extienda por capilaridad. Ha de ser extendida de una pasada rápida para que resulte una sola capa de células. El ángulo de los portaobjetos no debe ser mayor de 45°, pues cuanto mayor sea y más lenta se haga la extensión, la capa resultará más gruesa. El frotis debe secarse rápidamente al aire para evitar la formación de pequeños coágulos, lo que se facilita moviendo el portaobjetos.

Una vez la extensión de sangre esté seca, la teñimos con la solución de Giemsa (la solución ha de cubrir toda la muestra). Tras varios minutos, añadimos sobre la muestra dos o tres gotas de agua destilada y volvemos a esperar dos minutos. Pasado el tiempo de espera, lavamos la muestra con agua destilada, con precaución para evitar que el agua arrastre también las células y no solo el exceso de colorante.

Conclusión:

El frotis no estaba bien realizado, por lo que no pudimos apreciar bien las células existentes. Sin embargo, si pudimos observar muchos leucocitos, posiblemente eosinófilos, ya que el sujeto padecía procesos alérgicos.



Como no se podía observar mucho más, tomamos una muestra ya preparada. En ésta, pudimos apreciar una gran cantidad de linfocitos pequeños, agentes que intervienen en la llamada respuesta inmunológica. También pudimos observar neutrófilos y basófilos, aunque, las células en mayor cantidad eran los eritrocitos (glóbulos rojos), con forma de disco bicóncavo y carentes de núcleo.

Primeros auxilios.

Se entiende por Primeros Auxilios el conjunto de actuaciones y técnicas que permiten la atención inmediata de un accidentado hasta que llega la asistencia médica profesional, a fin de que las lesiones que ha sufrido NO empeoren.

Las emergencias pueden suceder en cualquier momento, y pueden ser de cualquier tipo. En muchos casos, las atenciones recibidas antes de la llegada de la asistencia médica profesional pueden ser la diferencia entre la vida y la muerte.

Cualesquiera que sean las lesiones, son aplicables una serie de normas generales. Siempre hay que evitar el pánico y la precipitación. El testigo que está presente en el lugar del accidente debe mantener la serenidad. Hay que evaluar la situación rápidamente, sin precipitarse.

- PROTEGER: (prevenir la agravación del accidente). Es necesario ante todo retirar al accidentado del peligro.

- ALERTAR: la persona debe alertar a los servivios médicos. Debe expresarse con claridad y precisión, indicando desde donde llama y exactamente el lugar del accidente.

- SOCORRER: se debe socorrer a la persona que lo necesite siguiendo los pasos que se indican a conticuación:

o PRIMERA EVALUACIÓN:

· Hablar al herido para ver si está consciente (dar palmadas cerca de él o posar nuestra mano sobre su hombro, ya que puede darse el caso de que la persona sea sorda).
· Comprobar si respira (durante 10 segundos) siguiendo la técnica frente-mentón. La maniobra frente-mentón se realiza apoyando una mano en la frente para inclinar la cabeza hacia atrás, y la otra mano en el mentón para elevar la barbilla. Debemos colocarnos de tal forma que podamos oír si sale aire por la boca o la nariz, ver si se le mueve el pecho y sentir en nuestra mejilla la salida del aire de los pulmones.
· Comprobar si sangra. En el caso de tener una hemorragia severa se cambia el orden de acción, ya que éstas tienen preferencia. Las más comunes son las arteriales.

Parada cardiorespiratoria (PCR, RCP).

Antes de llevar a cabo ninguna acción, debemos asegurarnos de protegernos y proteger al herido y comprobar la consciencia del sujeto. A continuación, se pide ayuda a una persona testigo del accidente para tener un auxiliar a nuestro lado en el caso de precisar de su ayuda. El siguiente paso es comprobar si el herido respira:

1. Si la víctima responde a nuestros estímulos (habla, responde a nuestras
preguntas, se queja, etc.) indica que está consciente.
Si el lesionado está inconsciente, pero respira, lo colocaremos en una posición de seguridad para prevenir las posibles consecuencias de un vómito. Esta posición es la denominada posición lateral de seguridad. Acto seguido, se llama al 112.

2. Si la víctima no responde, indica que está inconsciente. En este caso
llamamos al 112 y comenzamos la RCP.

Reanimación cardiopulmonar (RCP).

Para la reanimación, debemos colocar al paciente sobre una superficie dura, localizar el borde inferior de las costillas y colocar nuestra mano sobre la parte baja del esternón del herid. Debemos colocar nuestra otra mano encima de la primera, entrelazando los dedos para no lesionar las costillas. Nuestra postura debe ser erguida para que los hombros permanezcan perpendicularmente encima del esternón del accidentado. Nos ayudamos del peso de nuestro cuerpo para dar las compresiones. Es importante no doblar los codos para ejercer una presión suficiente y reducir el cansancio del reanimador. Las compresiones se darán de 30 en 30, seguidas de dos respiraciones boca a boca. Las respiraciones boba a boca no son esenciales.

30 COMPRESIONES- 2 INSUFLACIONES.

Para seguir el ritmo correcto, sirve de ayuda contar en voz alta: mil y uno, mil y dos, mil y tres, etc.). Se debe comprobar cada 4 ciclos completos el restablecimiento del pulso y del ritmo cardíaco y continuar hasta que la víctima se mueva e inspire espontáneamente, o bien llegue el equipo de urgencias y se haga cargo de la situación.

Hemorragia:

En el caso de tener una hemorragia severa se cambia el orden de acción, ya que éstas tienen preferencia, como ya se ha indicado. En primer lugar, se debe avisar a los servicios de emergencia. A continuación, se debe ejercer una presión directa sobre la herida con lo más limpio que encontremos (una camiseta, un suéter…). Lo más importante es NO quitar nunca dicha prenda, ya que si se retira la hemorragia volverá a producirse, ya que al retirar la prenda habremos abierto nuevamente la herida. El último paso es aplicar un vendaje comprensivo sobre la herida para que la hemorragia no vuelva a surgir una vez haya sido parada.

El famoso torniquete SOLO debe emplearse en caso extremo si ya hay amputación de un miembro, ya que al quedar sin circulación la zona afectada, una vez haya sido realizado el torniquete debe amputarse.

Atragantamientos (obstrucción de las vías aéreas):

La obstrucción de la vía aérea puede ser de dos tipos:

1. Incompleta: el cuerpo extraño no obstaculiza totalmente la entrada de aire, por lo que se pone en funcionamiento el mecanismo de defensa y la persona empieza a toser. En este caso, debemos dejarlo toser, ya que se trata de un mecanismo de defensa que puede conseguir la expulsión del cuerpo extraño.

2. Completa: en este caso la persona ni tose, ni puede habar ni entra aire por las vías respiratorias. Generalmente el accidentado se lleva las manos al cuello y no puede explicar lo que le pasa, emitiendo sonidos afónicos. Presenta gran excitación, pues es consciente de que no respira: tiene la sensación de muerte inminente. Procederemos entonces a realizar la Maniobra de Heimlich. Esto se consigue efectuando una presión en la boca del estómago hacia adentro y hacia arriba para desplazar el diafragma que a su vez comprimirá los pulmones, aumentando la presión del aire contenido en las vías respiratorias (tos artificial).

Gracias a la visita que nos hizó Airam, voluntario de la Cuz Roja que acudió al centro, ahora si sabemos como debemos actucar si nos vemos inmersos en una de estas situaciones sin agravar las lesiones del herido.

Práctica 12: Observación del ciclo menstrual en la saliva femenina.

Objetivo:

Observar, de una forma muy sencilla y efectiva, el momento del ciclo menstrual en el que se encuentra una mujer, es cecir, si se encuentra en periodo fértil, infértil o intermedio.

Fundamento teórico:

Normalmente el periodo de ovulación o fertilidad se lleva a cabo en el día 14 desde el inicio del ciclo menstrual de una mujer. Sin embargo, pueden existir muchas variaciones en el ciclo menstrual de algunas mujeres. A lo largo de estas últimas décadas, se ha vuelto más evidente que el periodo de ovulación o fertilidad frecuentemente varía entre 23 a 25 días.


Las variaciones pueden ser causadas por diferentes razones como podría ser fumar, estrés o nutrición, esto provoca una alteración en la producción de las hormonas las cuales regulan el sistema endocrino del cuerpo humano.
Basado en estudios realizados a lo largo de las últimas décadas y al refinamiento de las técnicas de prueba, los científicos han verificado una correlación directa entre el aumento de estrógenos y los 5 días fértiles del ciclo menstrual de una mujer.
El estrógeno está presente en los fluidos corporales tales como la orina, sangre, saliva y en la mucosa vaginal.
La práctica está basada en la detección de estrógenos a través de la saliva. Los estrógenos junto con las sales encontradas en la saliva, al dejarse secar y después ser vistas a través del microscopio, producen imágenes con las descritas más abajo.

Material:

· Microscopio
· Portaobjetos

Procedimiento:

En primer lugar, colocamos la muestra de saliva sobre el portaobjetos, sin la necesidad de color un cubre sobre la muestra. Tras esperar varios minutos a que la muestra secase, la observamos rápidamente al microscopio.


En la imagen adjunta, se puede observar la muestra de saliva en periodo fértil.

Por el contrario, en esta imagen se puede observar la muestra de saliva en el periodo infértil.









Conclusiones:

Tras observar la muestra a través del microscopio, llegamos a la conclusión, gracias a la información ofrecida en el fundamento teórico, de que el sujeto se encontraba en el periodo infértil, ya que la imagen obtenida coincidía con la imagen que debe ser en el periodo infértil, es decir, coincidía con la segunda imagen adjunta.

Dificultades:

En realidad la realización de esta práctica no supone ninguna dificultad, al contrario, es una práctica muy sencilla.

Observaciones:

Es importante no haber comido al menos una hora antes de la práctica, ni mascar chicles o haberse lavado los dientes.

Práctica 11: Observación del tejido cartilaginoso.

Tejido cartilaginoso.

Fundamento teórico:

El tejido cartilaginoso es un tejido conectivo de función esquelética con sustancia intercelular no calcificada. Su abundante sustancia intercelular está constituida por mucoproteínas y numerosas fibras de colágeno. En algunas variedades también hay fibras elásticas.

Las células de este tejido, los condrocitos, son grandes, redondeadas y con un gran núcleo esférico en su zona central. Se encuentran incluidas en la sustancia intercelular, en una laguna que llenan por completo. Cada laguna contiene habitualmente varias células formando un grupo isógeno. Los elementos del grupo son células hijas de una inicial que ha sufrido mitosis.

El cartílago es una estructura que carece de capilares en su interior, por lo que se nutrición se lleva a cabo por la difusión de los nutrientes y el O₂ a través de la sustancia intercelular, desde los vasos situados en el pericondrio.

El pericondrio es una envuelta de tejido conjuntivo, muy vascularizado, que recubre a todos los cartílagos. Existen tres variedades de este tejido: cartílago hialino, cartílago fibroso y cartílago elástico.

Objetivo:

Observar al microscopio el tejido cartilaginoso ha sido el objetivo de esta práctica.

Material y reactivos:

Los materiales y reactivos utilizados durante esta práctica han sido los siguientes:

o Microscopio

o Portaobjetos

o Cubreobjetos

o Bisturí

o Frasco lavador

o 3 vidrios reloj

o Aguja enmangada

o Alcohol etílico de 96^o

Procedimiento:

· En primer lugar, debemos colocar agua en uno de los vidrios reloj, alcohol de 96^o en el segundo y en el tercero una gota de azul de toluidina. A continuación, debemos poner los tres vidrios reloj sobre un papel y escribir en él, debajo de cada uno, su contenido, para no equivocarnos.

· En segundo lugar, debemos obtener un trozo de cartílago de forma rectangular. Debemos hacer varios cortes y, con la ayuda de una aguja enmangada, introducirlos en el vidrio reloj que contiene el agua.

· En tercer lugar, debemos pasar los cortes desde el agua al alcohol para que se fije el material durante unos 5-7 minutos

· En cuarto lugar, debemos volver a pasar los cortes al vidrio de reloj que contiene el agua, para lavarlos. Debemos moverlos con ayuda de la aguja enmangada de un lado a otro durante 1 minuto.

· En quinto lugar, debemos sumergir los cortes en el azul de toluidina durante 1 minuto. Al cabo de ese tiempo, debemos pasar los cortes al vidrio de reloj con agua, para lavar el exceso de colorante y, a continuación, colocarlos sobre un portaobjetos. El siguiente paso sería añadirles una gota de agua y deposita el cubreobjetos sobre la muestra.

· En último lugar, debemos observar detenidamente todos los cortes, fijándonos sobre todo en los bordes de cada uno, que es el lugar donde son más finos. Finalmente, debemos seleccionar la zona que creamos que es la mejor, es decir, aquella que sea la más delgada y mejor teñida.

Dificultades:

El único gran inconveniente que mi compañera y yo tuvimos a la hora de realizar la práctica fue la obtención de una muestra lo suficientemente fina.

Conclusiones:

Los resultados de nuestra práctica no fueron los esperados. A la hora de observar las muestras al microscopio, ninguna de las tres que preparamos nos fue útil. Todas las muestras eran demasiado gruesas, por lo que, no pudimos observarlas con el microscopio.

Práctica 10: Observación del tejido epitelial ciclado.

Tejido epitelial ciliado.

Objetivo:

El objetivo de nuestra penúltima práctica del trimestre ha sido la observación del tejido epitelial ciliado de un mejillón al microscopio.

Material:

Los materiales utilizados durante esta práctica han sido los siguientes:

o Portaobjetos
o Cubreobjetos
o Cuentagotas
o Pinzas
o Bisturí
o Cubeta de disección
o Frasco lavador
o Microscopio
o Mejillones frescos

Procedimiento:

Sobre una cubeta de disección, abrimos con la ayuda de un bisturí los mejillones frescos. Para abrir los mejillones, debemos introducir el bisturí o, en último caso, un cuchillo, entre las dos valvas del mejillón vivo.
Tras esto, obtenemos una muestra del líquido interno que contiene el mejillón, absorbiéndolo con un cuentagotas, y lo depositamos en un portaobjetos.
A continuación, obtenemos una muestra de las branquias del mejillón, aun con vida, y la colocamos sobre la muestra del líquido interno del mejillón, obtenida con anterioridad.
Finalmente, colocamos el cubreobjetos sobre la muestra y la observamos con el microscopio.

Dificultades:

Quizás, la única dificultad, fue abrir el mejillón, ya que, tuvimos que recurrir a la ayuda de un cuchillo para poder abrirlo. Una vez abierto, todo resulto como se había previsto. Pudimos observar el tejido epitelial ciliado, caracterizado por su movimiento en forma de ondas. Incluso, al montar la preparación sobre una gota de líquido interno obtenida del interior del mejillón, pudimos observar también algún ejemplar del zooplancton del que se alimentan.

Práctica 9: Observación del tejido conjuntivo.

Tejido conjuntivo laxo.

Fundamento teórico:

En histología, el tejido conjuntivo ,también llamado tejido conectivo, es un conjunto heterogéneo de tejidos orgánicos que comparten un origen común a partir del mesénquima embrionario originado del mesodermo.
Así entendidos, "los tejidos conjuntivos" concurren en la función primordial de sostén e integración sistémica del organismo. De esta forma, el tejido conjuntivo participa de la cohesión o separación de los diferentes elementos tisulares que componen los órganos y sistemas; y también se convierte en un medio logístico a través del cual se distribuyen las estructuras vásculonerviosas.
Con criterio morfofuncional, los tejidos conjuntivos se dividen en dos grupos:
-los tejidos conjuntivos no especializados.
-los tejidos conjuntivos especializados.

Tipos de tejidos conectivos:

Tejido conectivo no especializado:

Tejido conectivo laxo: (es siempre irregular)

1. Tejido conjuntivo mucoso o gelatinoso
2. Tejido conjuntivo reticular
3. Tejido mesenquimal

Tejido conectivo denso:

1. Tejido conectivo denso regular
2. Tejido conectivo denso irregular.

Tejidos conectivos especializados:

· Tejido adiposo
· Tejido cartilaginoso
· Tejido óseo
· Tejido hematopoyético

Objetivo:

La preparación de una muestra de tejido conjuntivo para su posterior observación al microscopio ha sido objetivo de la práctica.

Material:

Éste ha sido el material utilizado durante la práctica:

- Portaobjetos
- Cubreobjetos
- Pinzas

- Aguja enmangada
- Microscopio

- Frasco lavador

- Pocillo de tinción

- Azul de metileno

- Alcohol etílico

Procedimiento:

· El primer paso es la obtención de la muestra. Para ello separamos con la ayuda de las pinzas la piel del pollo. Al hacer esto, tendríamos que observar una telilla muy fina entre la piel del mismo y la carne. Para obtener una muestra que nos sea útil, debemos introducir la esquina del portaobjetos entre la piel del pollo y esa telilla transparente. Una vez introducido el portaobjetos, el siguiente paso es llevarnos en éste una muestra de la telilla.
· En siguiente paso es verter unas gotas de alcohol sobre la muestra, lo más extendida posible, hasta que se evapore.
· A continuación, vertemos sobre la muestra unas gotas de azul de metileno. Para eliminar el exceso de colorante, que debe cubrir toda la muestra, lavamos la misma con un hilo de agua sobre un pocillo de tinción.
· En último lugar, añadimos una gota de agua sobre la muestra y la cubrimos con un cubreobjetos, intentando no dejar burbujas en la misma. Ahora, es cuando la muestra está lista para su observación al microscopio.

Dificultades:

A pesar de todos nuestros intentos, una vez más la muestra obtenida no fue útil para observarla con el microscopio. En primer lugar, por la presencia de múltiples burbujas y, en segundo lugar, por el poco tiempo de tinción que tuvo nuestra muestra.