Práctica 11: Observación del tejido cartilaginoso.

Tejido cartilaginoso.

Fundamento teórico:

El tejido cartilaginoso es un tejido conectivo de función esquelética con sustancia intercelular no calcificada. Su abundante sustancia intercelular está constituida por mucoproteínas y numerosas fibras de colágeno. En algunas variedades también hay fibras elásticas.

Las células de este tejido, los condrocitos, son grandes, redondeadas y con un gran núcleo esférico en su zona central. Se encuentran incluidas en la sustancia intercelular, en una laguna que llenan por completo. Cada laguna contiene habitualmente varias células formando un grupo isógeno. Los elementos del grupo son células hijas de una inicial que ha sufrido mitosis.

El cartílago es una estructura que carece de capilares en su interior, por lo que se nutrición se lleva a cabo por la difusión de los nutrientes y el O₂ a través de la sustancia intercelular, desde los vasos situados en el pericondrio.

El pericondrio es una envuelta de tejido conjuntivo, muy vascularizado, que recubre a todos los cartílagos. Existen tres variedades de este tejido: cartílago hialino, cartílago fibroso y cartílago elástico.

Objetivo:

Observar al microscopio el tejido cartilaginoso ha sido el objetivo de esta práctica.

Material y reactivos:

Los materiales y reactivos utilizados durante esta práctica han sido los siguientes:

o Microscopio

o Portaobjetos

o Cubreobjetos

o Bisturí

o Frasco lavador

o 3 vidrios reloj

o Aguja enmangada

o Alcohol etílico de 96^o

Procedimiento:

· En primer lugar, debemos colocar agua en uno de los vidrios reloj, alcohol de 96^o en el segundo y en el tercero una gota de azul de toluidina. A continuación, debemos poner los tres vidrios reloj sobre un papel y escribir en él, debajo de cada uno, su contenido, para no equivocarnos.

· En segundo lugar, debemos obtener un trozo de cartílago de forma rectangular. Debemos hacer varios cortes y, con la ayuda de una aguja enmangada, introducirlos en el vidrio reloj que contiene el agua.

· En tercer lugar, debemos pasar los cortes desde el agua al alcohol para que se fije el material durante unos 5-7 minutos

· En cuarto lugar, debemos volver a pasar los cortes al vidrio de reloj que contiene el agua, para lavarlos. Debemos moverlos con ayuda de la aguja enmangada de un lado a otro durante 1 minuto.

· En quinto lugar, debemos sumergir los cortes en el azul de toluidina durante 1 minuto. Al cabo de ese tiempo, debemos pasar los cortes al vidrio de reloj con agua, para lavar el exceso de colorante y, a continuación, colocarlos sobre un portaobjetos. El siguiente paso sería añadirles una gota de agua y deposita el cubreobjetos sobre la muestra.

· En último lugar, debemos observar detenidamente todos los cortes, fijándonos sobre todo en los bordes de cada uno, que es el lugar donde son más finos. Finalmente, debemos seleccionar la zona que creamos que es la mejor, es decir, aquella que sea la más delgada y mejor teñida.

Dificultades:

El único gran inconveniente que mi compañera y yo tuvimos a la hora de realizar la práctica fue la obtención de una muestra lo suficientemente fina.

Conclusiones:

Los resultados de nuestra práctica no fueron los esperados. A la hora de observar las muestras al microscopio, ninguna de las tres que preparamos nos fue útil. Todas las muestras eran demasiado gruesas, por lo que, no pudimos observarlas con el microscopio.

Práctica 10: Observación del tejido epitelial ciclado.

Tejido epitelial ciliado.

Objetivo:

El objetivo de nuestra penúltima práctica del trimestre ha sido la observación del tejido epitelial ciliado de un mejillón al microscopio.

Material:

Los materiales utilizados durante esta práctica han sido los siguientes:

o Portaobjetos
o Cubreobjetos
o Cuentagotas
o Pinzas
o Bisturí
o Cubeta de disección
o Frasco lavador
o Microscopio
o Mejillones frescos

Procedimiento:

Sobre una cubeta de disección, abrimos con la ayuda de un bisturí los mejillones frescos. Para abrir los mejillones, debemos introducir el bisturí o, en último caso, un cuchillo, entre las dos valvas del mejillón vivo.
Tras esto, obtenemos una muestra del líquido interno que contiene el mejillón, absorbiéndolo con un cuentagotas, y lo depositamos en un portaobjetos.
A continuación, obtenemos una muestra de las branquias del mejillón, aun con vida, y la colocamos sobre la muestra del líquido interno del mejillón, obtenida con anterioridad.
Finalmente, colocamos el cubreobjetos sobre la muestra y la observamos con el microscopio.

Dificultades:

Quizás, la única dificultad, fue abrir el mejillón, ya que, tuvimos que recurrir a la ayuda de un cuchillo para poder abrirlo. Una vez abierto, todo resulto como se había previsto. Pudimos observar el tejido epitelial ciliado, caracterizado por su movimiento en forma de ondas. Incluso, al montar la preparación sobre una gota de líquido interno obtenida del interior del mejillón, pudimos observar también algún ejemplar del zooplancton del que se alimentan.

Práctica 9: Observación del tejido conjuntivo.

Tejido conjuntivo laxo.

Fundamento teórico:

En histología, el tejido conjuntivo ,también llamado tejido conectivo, es un conjunto heterogéneo de tejidos orgánicos que comparten un origen común a partir del mesénquima embrionario originado del mesodermo.
Así entendidos, "los tejidos conjuntivos" concurren en la función primordial de sostén e integración sistémica del organismo. De esta forma, el tejido conjuntivo participa de la cohesión o separación de los diferentes elementos tisulares que componen los órganos y sistemas; y también se convierte en un medio logístico a través del cual se distribuyen las estructuras vásculonerviosas.
Con criterio morfofuncional, los tejidos conjuntivos se dividen en dos grupos:
-los tejidos conjuntivos no especializados.
-los tejidos conjuntivos especializados.

Tipos de tejidos conectivos:

Tejido conectivo no especializado:

Tejido conectivo laxo: (es siempre irregular)

1. Tejido conjuntivo mucoso o gelatinoso
2. Tejido conjuntivo reticular
3. Tejido mesenquimal

Tejido conectivo denso:

1. Tejido conectivo denso regular
2. Tejido conectivo denso irregular.

Tejidos conectivos especializados:

· Tejido adiposo
· Tejido cartilaginoso
· Tejido óseo
· Tejido hematopoyético

Objetivo:

La preparación de una muestra de tejido conjuntivo para su posterior observación al microscopio ha sido objetivo de la práctica.

Material:

Éste ha sido el material utilizado durante la práctica:

- Portaobjetos
- Cubreobjetos
- Pinzas

- Aguja enmangada
- Microscopio

- Frasco lavador

- Pocillo de tinción

- Azul de metileno

- Alcohol etílico

Procedimiento:

· El primer paso es la obtención de la muestra. Para ello separamos con la ayuda de las pinzas la piel del pollo. Al hacer esto, tendríamos que observar una telilla muy fina entre la piel del mismo y la carne. Para obtener una muestra que nos sea útil, debemos introducir la esquina del portaobjetos entre la piel del pollo y esa telilla transparente. Una vez introducido el portaobjetos, el siguiente paso es llevarnos en éste una muestra de la telilla.
· En siguiente paso es verter unas gotas de alcohol sobre la muestra, lo más extendida posible, hasta que se evapore.
· A continuación, vertemos sobre la muestra unas gotas de azul de metileno. Para eliminar el exceso de colorante, que debe cubrir toda la muestra, lavamos la misma con un hilo de agua sobre un pocillo de tinción.
· En último lugar, añadimos una gota de agua sobre la muestra y la cubrimos con un cubreobjetos, intentando no dejar burbujas en la misma. Ahora, es cuando la muestra está lista para su observación al microscopio.

Dificultades:

A pesar de todos nuestros intentos, una vez más la muestra obtenida no fue útil para observarla con el microscopio. En primer lugar, por la presencia de múltiples burbujas y, en segundo lugar, por el poco tiempo de tinción que tuvo nuestra muestra.

Práctica 8: Observación del tejido muscular liso.

Tejido muscular liso

Al igual que en la práctica 6, hemos utilizado muestras preparadas con anterioridad para aprender a identificar los diferentes tipos de tejidos animales, en este caso el tejido muscular liso, y observarlas al microscopio.

Nombre del tejido: Tejido muscular

Tipos: Tejido muscular liso

Función y localización: Este tipo de músculo forma la porción contráctil de la pared de diversos órganos tales como tubo digestivo y vasos sanguíneos, que requieren de una contracción lenta y sostenida.

Componentes del tejido: El músculo liso está formado por fibras musculares lisas que corresponden a células uninucleadas, delgadas y aguzadas en los extremos, cuya longitud varía entre 20 y 500 mm. Las células se organizan en grupos, formando haces, rodeados de tejido conjuntivo fibroso que contiene vasos sanguíneos.

Fundamento teórico: El músculo liso, también conocido como involuntario, se compone de células en forma de huso que poseen un núcleo central que asemeja la forma de la célula que lo contiene, carecen de estrías transversales aunque muestran ligeramente estrías longitudinales. El músculo liso se localiza en los aparatos reproductor y excretor, en los vasos sanguíneos, en la piel, y órganos internos.

Existen músculos lisos unitarios, que se contraen, y músculos lisos multiunitarios, en los cuales las contracciones dependen de la estimulación nerviosa. Los músculos lisos unitarios son como los del útero, uréter, aparato gastrointestinal, etc.; y los músculos lisos multiunitarios son los que se encuentran en el iris, membrana nictitante del ojo, tráquea, etc.

Práctica 7: Observación del tejido adiposo.

Objetivo:

El objetivo de la práctica ha sido la observación del tejido adiposo al microscopio.

Material:

Durante la práctica, éste ha sido el material utilizado:


o Cubreobjetos
o Portaobjetos
o Formol
o Sudán II (colorante para grasas)
o Bisturí
o Pinzas de madera
o Frasco lavador
o Pocillo de tinción
o Microscopio

Procedimiento:

En primer lugar, debemos obtener, con la ayuda del bisturí, una lámina muy fina de tejido. Ésta debe ser lo suficientemente fina como para que la luz pueda traspasarla. Tras la obtención de la muestra, el siguiente paso es situarla en el centro de un portaobjetos y añadirle varias gotas de formol. Las necesarias para cubrir por completo la muestra. Una vez las gotas hayan cubierto la muestra, debemos esperar entre 3 y 4 minutos. Transcurrido este tiempo, ahora debemos lavar la muestra con mucho cuidado, ya que podríamos perder la muestra arrastrada por el agua. A continuación, debemos teñir la muestra con unas gotas de Sudán II, colorante para las grasas. Tras esperar varios minutos, debemos repetir el proceso de lavado de la muestra. En último lugar, debemos cubrir la muestra con un cubreobjetos. Se debe tener especial cuidado a la hora de colocar el cubreobjetos sobre la muestra, ya que la presencia de burbujas dificultaría su observación al microscopio.

Ficha informativa:

A continuación se presenta la ficha informativa:

Nombre del tejido: Tejido adiposo o tejido graso.

Tipo: Tejido adiposo blanco o graso blanco.

Función y localización: La formación del tejido adiposo blanco comienza antes del nacimiento. Pero, el desarrollo es un proceso continuo a lo largo de la vida. Se acumula preferentemente en el tejido subcutáneo, la capa más profunda de la piel. La grasa de las células se encuentra en estado semilíquido y está compuesta fundamentalmente por triglicéridos. Actúa como aislante térmico y, también, como almacén de reservas nutritivas. Además, sirve como soporte estructural.

Componentes del tejido: El adipocito es la célula del tejido adiposo de forma redondeada con citoplasma y núcleo comprimido contra la membrana celular por acción de la gran gota de grasa que almacena en su interior. Esta célula constituye una fuente natural de reserva nutritiva para el organismo en condiciones normales.
Conclusiones y dificultades:

El único inconveniente que se nos presentó a la hora de la realización de la práctica fue la obtención de una muestra lo suficientemente fina. Por todo lo demás, fue una prática tranquila y sin ningún tipo de problema. Además, a pesar de obtener más de una capa de células en la muestra, pudimos observar el tejido adiposo con el microscopio óptico.

Práctica 6: Observación de tejidos animales.

Tejido muscular estriado esquelético



En esta práctica hemos utilizado muestras preparadas con anterioridad para aprender a identificar los diferentes tipos de tejidos animales y observarlas al microscopio.

Nombre del tejido: Tejido muscular

Tipo: Tejido muscular estriado esquelético

Función y localización: Los músculos esqueléticos son un tipo de músculos estriados unidos al esqueleto. Son usados para facilitar el movimiento y mantener la unión hueso-articulación a través de su contracción. Obedecen a la organización de proteínas de actina y miosina y que le confieren esa estriación que se ve perfectamente al microscopio.

Componentes del tejido: Formados por células o fibras alargadas y multinucleadas que sitúan sus núcleos en la periferia.

Fundamento teórico: Los tejidos musculares son los principales constituyentes de los músculos, que son los órganos responsables de los movimientos corporales.
Existen tres tipos de tejidos musculares (estriado esquelético, estriado cardiaco y liso).
Cualquiera que sea su tipo, estos tejidos están formados únicamente por las células muy diferenciadas, que se denominan fibras musculares, debido a su forma alargada. La principal propiedad de estas células es su capacidad de acortarse (contraerse cuando reciben un estímulo adecuado, y de recuperar su tamaño original (relajarse) cuando cesa dicho estímulo).

Práctica 5: Preparación de un medio de cultivo.

Objetivo:

Los objetivos de esta práctica han sido dos:

1. En primer lugar, la preparación de un medio de cultivo bacteriano.
2. En segundo lugar, el sembrado de bacterias para, posteriormente, observarlas con la lupa.

Material:

El material utilizado durante esta práctica ha sido el siguiente:

o Balanza
o Probeta 500 ml
o Agitador
o Papel indicador
o Bastoncillos de algodón
o Vasos de precipitado
o Vidrio reloj
o Placas de petri

1. Productos para la preparación del medio:

• Extracto de carne 2.5 g
• NaCl 2.5 g
• Agar-Agar 10 g
• Agua 250 ml

2. Preparación de un medio de cultivo bacteriano:

1. Fundamento teórico:
Las bacterias en la naturaleza, según sus necesidades nutricionales, ocupan distintos nichos ecológicos que satisfacen las mismas. En el laboratorio, para conseguir que una determinada especie bacteriana se desarrolle adecuadamente es necesario proporcionarle un ambiente artificial que las satisfaga igualmente. Esto se consigue mediante el uso de los llamados “medios de cultivo” Un medio de cultivo es cualquier sustancia líquida o sólida que puede utilizarse en el laboratorio para que crezcan los microorganismos. Cualquiera que sea el medio debe incluir todo lo necesario para el crecimiento, lo cual varía según el organismo que se quiere cultivar, pero que comprende: agua, compuestos nitrogenados, una fuente de energía y otros factores de crecimiento. Los requerimientos nutricionales de las bacterias varían desde los sencillos compuestos inorgánicos de las autótrofas hasta las complicadas vitaminas y factores de crecimiento de algunas heterótrofas. Algunos medios, como por ejemplo el “agar nutritivo” son capaces de soportar el crecimiento de muchas bacterias.

2. Preparación de Agar:
En primer lugar, pesamos 1.25 gramos de extracto de carne y 1.25 gramos de cloruro sódico (sal). Posteriormente, lo mezclamos en un vaso de precipitado que contenga 250 ml de agua. Tras esto, añadimos una cucharada de lactosa, que le proporcionará al medio la fuente de energía necesaria para el crecimiento de los microorganismos y, a ojo, la cantidad necesaria de agar para que la mezcla espese.
En segundo lugar, debemos mezclar la preparación, mientras ésta se calienta al baño maría, hasta que espese.
A la hora de verter la preparación en las placas de petri, es necesario hacerlo cerca de la llama de un mechero para no contaminar el medio. Finalmente, sólo nos queda esperar hasta que se enfríe.

Agar carne:
Avecrem + sal (NaCl) + lactosa + agua.

3. Sembrado de bacterias:
En primer lugar, tomamos una muestra con un bastoncillo de algodón del fondo de la garganta de un compañero, teniendo especial cuidado al retirar el bastoncillo del interior de la boca, ya que no se deben tocar las paredes de la misma. Inmediatamente, pasamos el algodón del bastoncillo por la placa de petri, que contiene la preparación de agar. Para evitar equivocaciones con las otras muestras de los compañeros, debemos indicar con una etiqueta cada muestra.
El siguiente paso, sería colocar la muestra en un calefactor que le proporcione la temperatura idónea para el crecimiento de las bacterias. Sin embargo, tuvimos el enorme inconveniente de no disponer de calefactores, ya que los nuestros se encontraban en malas condiciones. Como alternativa, las situamos en el interior de un cristalizador boca abajo. Desgraciadamente, nuestra alternativa no tuvo gran éxito y, sólo unas pocas muestras sirvieron para la observación con la lupa.

Conclusiones:

Nuestra muestra, por ejemplo, fue una de las que tuvo éxito, escaso, pero suficiente para poder observar colonias de bacterias.

Práctica 4: Observación de células presentes en el sarro dental.

Objetivo:

El objetivo de nuestra cuarta práctica ha sido observar al microscopio células presentes en la boca, tras haber obtenido la muestra del sarro dental.

Material y reactivos:

Al igual que en la tercera práctica, los materiales y reactivos necesarios han sido:

o Microscopio
o Pinzas de disección
o Portaobjetos
o Cubreobjetos
o Frasco lavador
o Lamparilla de alcohol
o Papel de filtro
o Palillos
o Azul de metileno
o Agua destilada
o Pocillo de tinción

Procedimiento:

1. En primer lugar, se debe raspar suavemente y con mucho cuidado el sarro dental con un palillo. Una vez repetida la operación varias veces, se debe extender en el borde de un portaobjetos la muestra obtenida.
2. En segundo lugar, se debe verter varias gotas de agua, hasta cubrir por completo la muestra.
3. En tercer lugar, se debe calentar suavemente a la llama el portaobjetos. Ha de pasarse por la llama varias veces sin detenerlo. Debe realizarse esta operación hasta que se evapore el agua.
4. A continuación, se coloca el portaobjetos en el frasco lavador y se vierte sobre él unas gotas de azul de metileno para teñir la muestra y poder observar las células con mayor facilidad, ya que éstas son transparentes.
5. Tras esto, ha de eliminarse el colorante sobrante con un hilo de agua que se debe verter sobre la preparación.
6. Una vez se le ha practicado un “squash”, es decir, se ha colocado sobre él un cubreobjetos y se le ha ejercido una presión uniforme sobre él, la muestra está lista para ser observada al microscopio.
7. En último lugar, se añade unas gotas de aceite de inmersión sobre la muestra para poder observarla con un objetivo de mayor aumento.

Conclusiones:

Tras realizar la práctica y poder ver al microscopio la muestra obtenida, observamos que presente en el sarro dental se encontraba un tipo morfológico de bacteria con forma más o menos esférica, los cocos.

Dificultades:

Nuestra cuarta práctica no tuvo dificultades importantes, ya que, anteriormente, habíamos realizado una práctica con un gran parecido en el procedimiento. Incluso, como nuestra preparación se observaba muy bien al microscopio, le añadimos aceite inmersión para poder verla con un objetivo de mayor aumento.

Práctica 3: Observación de células animales: Epitelio de mucosa bucal.

Objetivo:

El objetivo de esta práctica ha sido observar al microscopio células de la mucosa bucal.

Introducción:

Los seres vivos, incluido el hombre, estan formados por células. Las células de los seres pluricelulares se organizan en tejidos. La estructura de las células es la siguiente: membrana, citoplasma y núcleo.

Material y reactivos:

Los materiales y reactivos utilizados durante la práctica han sido los siguientes:

o Microscopio
o Pinzas de disección
o Portaobjetos
o Cubreobjetos
o Frasco lavador
o Lamparilla de alcohol
o Papel de filtro
o Palillos
o Azul de metileno
o Pocillo de tinción

Procedimiento:

1. En primer lugar, para obtener las células de la mucosa bucal, se debe raspar, con suavidad, el interior del carrillo con un palillo. Se debe repetir la operación varias veces y una vez hecho, se debe extender en el borde de un portaobjetos la mucosa blanca obtenida.
2. En segundo lugar, se debe verter varias gotas de agua, hasta cubrir por completo la muestra obtenida.
3. En tercer lugar, se debe calentar suavemente a la llama el portaobjetos con la mucosa. Ha de pasarse por la llama varias veces sin detenerlo a una distancia prudente para no quemar las células y comprobando, cada cierto tiempo, la temperatura de la muestra tocándola con el dorso de la mano.
4. A continuación, se coloca el portaobjetos en el frasco lavador y se vierte sobre él unas gotas de azul de metileno, ya que las células son transparentes y para poder observarlas con facilidad al microscopio es necesario teñirlas.
5. Tras esto, ha de eliminarse el colorante sobrante con un hilo de agua que se debe verter sobre la preparación.
6. En último lugar, antes de colocar el cubreobjetos, utilizamos la técnica "squash": se coloca el cubreobjetos sobre el portaobjetos y se presiona de forma uniforme con el pulgar. Ahora es cuando la muestra está lista para ser observada al microscopio.

Conclusión:

Tras la observación de la muestra de mucosa bucal obtenida, comprobamos que se trataba de tejido de revestimiento o epitelial pluriestratificado de descamación y, además, pudimos observar la estructura de sus células, compuestas por citoplasma, membrana plasmática y núcleo.

Dificultades:

Esta práctica no ha sido de gran dificultad. Quizás, el único inconveniente fue realizar el “squash”, ya que se debe tener especial cuidado al hacerlo. Por un lado, para no romper el cubreobjetos y, por otro, para evitar el resto de burbujas sobre la muestra.